O inibidor de aldolase aldometanibe imita a falta de glicose para ativar a AMPK lisossômica

blog

LarLar / blog / O inibidor de aldolase aldometanibe imita a falta de glicose para ativar a AMPK lisossômica

Dec 12, 2023

O inibidor de aldolase aldometanibe imita a falta de glicose para ativar a AMPK lisossômica

Metabolismo da Natureza volume 4,

Nature Metabolism volume 4, páginas 1369–1401 (2022) Citar este artigo

19k Acessos

10 Citações

76 Altmétrica

Detalhes das métricas

A atividade da proteína quinase ativada por 5'-adenosina monofosfato (AMPK) está inversamente correlacionada com a disponibilidade celular de glicose. Quando os níveis de glicose estão baixos, a enzima glicolítica aldolase não está ligada à frutose-1,6-bifosfato (FBP) e, em vez disso, sinaliza para ativar a AMPK lisossômica. Aqui, mostramos que o bloqueio da ligação de FBP à aldolase com a pequena molécula aldometanib ativa seletivamente o pool lisossômico de AMPK e tem efeitos metabólicos benéficos em roedores. Identificamos o aldometanibe em uma triagem para inibidores da aldolase e mostramos que ele impede que o FBP se ligue à aldolase associada à v-ATPase e ativa a AMPK lisossômica, imitando assim um estado celular de privação de glicose. Em camundongos machos, aldometanibe induz um efeito de redução da glicose independente da insulina, sem causar hipoglicemia. O aldometanibe também alivia o fígado gorduroso e a esteato-hepatite não alcoólica em roedores machos obesos. Além disso, o aldometanibe prolonga a expectativa de vida e a saúde tanto em Caenorhabditis elegans quanto em camundongos. Juntos, o aldometanibe imita e adota a via de ativação lisossômica da AMPK associada à privação de glicose para exercer funções fisiológicas e pode ter potencial como terapêutico para distúrbios metabólicos em humanos.

A AMPK é um controlador fundamental da homeostase metabólica1,2,3. É composto por um complexo heterotrimérico de uma subunidade catalítica α e subunidades β e γ reguladoras, entre as quais a subunidade γ fornece sítios de ligação para os nucleotídeos reguladores da adenina AMP, ADP e ATP, cuja ocupação depende do AMP:ATP celular e Razões ADP:ATP4,5,6,7,8. Dependendo dos níveis celulares de glicose, bem como dos estados de energia, a AMPK é regulada de maneira hierárquica espaço-temporal9,10,11,12. Sob níveis decrescentes de glicose e, portanto, de FBP, mas antes que a energia celular se torne limitada, a AMPK localizada lisossomalmente é ativada por meio do eixo de ativação lisossômica13,14. Nesse eixo, a falta de FBP é diretamente detectada pela aldolase associada à bomba de prótons lisossômica H+-ATPase (v-ATPase), que por sua vez bloqueia a subfamília V (TRPV) do canal de cálcio localizado no retículo endoplasmático , convertendo glicose celular baixa em sinal de cálcio baixo no contato RE-lisossoma14,15. O TRPV então interage com a v-ATPase, causando uma reconfiguração do complexo aldolase-v-ATPase, resultando na inibição da v-ATPase15. Assim, AXIN utiliza v-ATPase e seu Ragulator associado (compreendendo cinco subunidades LAMTOR, LAMTOR1–5) como locais de ancoragem para amarrar a quinase hepática B1 (LKB1), uma quinase upstream AMPK13,16. Isso leva à fosforilação da AMPK em Thr172 e sua ativação. É importante ressaltar que a ativação da AMPK lisossômica ocorre in vivo em várias condições fisiológicas, como fome e restrição calórica14,17. Uma vez que os níveis de energia celular estão baixos, o aumento de AMP causa alterações alostéricas na AMPK, o que permite que ela forme um complexo com a AXINA ligada a LKB1 no citosol independentemente da via lisossômica, levando à ativação do pool citosólico de AMPK, além do pool lisossômico9,16. No caso de estresse severo de condições como fome extrema e isquemia, a AMPK mitocondrial também é ativada, de maneira independente de AXIN9,18,19. Uma vez ativada, a AMPK fosforila diretamente vários alvos para inibir o anabolismo e estimular o catabolismo, minimizando assim o consumo de ATP e estimulando a produção de ATP para manter a homeostase energética1,3. Por exemplo, as acetil-CoA carboxilases (ACC1 e ACC2) são substratos da AMPK para inibição da síntese de ácidos graxos e promoção da oxidação de ácidos graxos sob estresse de glicose/energia20. A AMPK também fosforila a proteína de ligação do elemento regulador do esterol do fator de transcrição (SREBP)-1c para suprimir a síntese de ácidos graxos no nível transcricional21. Além disso, a atividade da AMPK também contribui para a inibição do alvo do complexo de rapamicina 1 (TORC1) e, portanto, da síntese de proteínas pela fosforilação do complexo da esclerose tuberosa e da subunidade Raptor do TORC1 em condições de privação de glicose22,23. Além de bloquear processos anabólicos, a AMPK fosforila substratos como o membro da família 1 do domínio TBC1 (TBC1D1) para promover a captação de glicose no músculo esquelético24,25 para aumentar a glicólise26. Além disso, a AMPK promove a autofagia, seja através da fosforilação direta da quinase 1 ativadora da autofagia semelhante a unc-51 e Beclin-1, seja através da inibição do complexo TORC127,28,29. A AMPK também exerce um papel crítico na promoção da biogênese mitocondrial através da elevação dos níveis celulares de NAD+ para ativar as sirtuínas, promovendo assim a fosforilação oxidativa e maximizando a eficiência da produção de ATP30,31. Os papéis da AMPK na inibição de TORC1, iniciação da autofagia, elevação de NAD+ e ativação de sirtuínas foram todos implicados na longevidade32. Essas ações pleiotrópicas sugerem que a AMPK é um potencial alvo terapêutico para o tratamento de distúrbios metabólicos, como diabetes e doença hepática gordurosa33,34,35.

 30%) on kinases examined (Supplementary Table 1)./p>3 g) over a period of 1 week; or (e) a severely ulcerated or bleeding tumour. Mice found dead were also noted at each daily inspection./p>28%, vol/vol) in the LC–MS-grade water (mobile phase A) and LC–MS-grade 90% (vol/vol) acetonitrile in LC–MS-grade water (mobile phase B) run at a flow rate of 0.2 ml min−1. Metabolites were separated with the following HPLC gradient elution programme: 95% B held for 2 min, then to 45% B in 13 min, held for 3 min, and then back to 95% B for 4 min. The mass spectrometer was run on a Turbo V ion source in negative mode with a spray voltage of −4,500 V, source temperature of 550 °C, gas no.1 of 50 psi, gas no. 2 of 55 psi and curtain gas of 40 psi. Metabolites were measured using the MRM mode, and declustering potentials and collision energies were optimized through use of analytical standards. The following transitions were used for monitoring each compound: 505.9/158.9 and 505.9/408.0 for ATP; 425.9/133.9, 425.9/158.8 and 425.9/328.0 for ADP; 345.9/79.9, 345.9/96.9 and 345.9/133.9 for AMP, 662.0/540.1 for NAD+, and 149.9/114 for [U-13C]-glutamine. Data were collected using Analyst software (v.1.7.1, SCIEX), and the relative amounts of metabolites were analysed using MultiQuant software (v.3.0.3, SCIEX). Note that a portion of ADP and ATP could lose one or two phosphate groups during in-source fragmentation thus leaving the same m/z ratios as AMP and ADP, which were corrected according to their different retention times in column./p>28%) in LC–MS-grade water (mobile phase A) and LC–MS-grade 90% (vol/vol) acetonitrile in HPLC water (mobile phase B) run at a flow rate of 0.25 ml min−1. The analytes were separated with the following gradient programme: 95% B held for 1 min, increased to 50% B in 6 min, held for 1 min, and the post time was set 2 min. The QTRAP mass spectrometer used an Turbo V ion source. The ion source was run in negative mode with a spray voltage of −4,500 V, gas 1 of 50 psi, gas 2 of 55 psi and curtain gas of 35 psi. Metabolites were measured using MRM, and declustering potentials and collision energies were optimized through use of analytical standards. The following transitions were used for monitoring each compound: 163.0/85.0 and 163.0/119.0 for 2-DG; 243.0/96.9, 243.0/78.9 and 243.0/139.0 for 2-DG6P and 149.9/114 for [U-13C]-glutamine. Data were collected and processed as in adenylates or NAD+ measurement./p> 0.05). For comparison between multiple groups with two fixed factors, an ordinary two-way ANOVA or two-way RM ANOVA (for example, for GTT and ITT data) was used, followed by Tukey's or Sidak's multiple-comparisons test. Geisser–Greenhouse correction was used where applicable. The adjusted means and s.e.m., or s.d., were recorded when the analysis met the above standards. Differences were considered significant when P < 0.05, or P > 0.05 with large differences of observed effects (as suggested in refs. 143,144). All specific statistical details can be found in the figure captions and statistical data. All images shown without biological replicates are representative of a minimum of three independent experiments./p>